Обмін протеїну і азотових сполук в організмі бугайців за згодовування клітковиновмісного корму
DOI:
https://doi.org/10.32636/01308521.2021-(70)-2-12Ключові слова:
сироватка крові, протеїн, клітковиновмісний корм, бугайці, ензими трансамінуванняАнотація
Обмінні процеси в організмі великої рогатої худоби, зокрема у травному каналі бугайців, при згодовуванні молодої трави, комбікорму та різних форм клітковиновмісного корму під час весняно-літнього перехідного періоду є маловивченими. Молода трава в цей час містить у своєму складі велику кількість азоту азотовмісних сполук, але дуже мало легкодоступних цукрів і клітковини. Вміст останньої у молодій траві пасовищ і луків, замість потрібних для великої рогатої худоби 22–24 % від сухої речовини, становить всього 15–18 %. Крім того, в клітковині молодої трави дуже мало її структуризованої форми (зв’язаної з лігніном і геміцелюлозою). Це призводить до того, що велика рогата худоба неповністю використовує наявний у молодій траві азот.
У ході виконання досліджень ми вивчили зміни вмісту протеїну, залишкового і загального азоту, сечовини, а також активність ензимів трансамінування у сироватці крові бугайців залежно від часу щодо початку годівлі і наявності у раціоні різних форм клітковиновмісного корму. Також було взято до уваги такий важливий показник азотового обміну у жуйних тварин, як рівень ізовалеріанової кислоти у рубцевій рідині.
За результатами досліджень можна стверджувати, що активність ензимів трансамінування (АСТ і АЛТ) у сироватці крові дослідних бугайців під дією згодовування різних форм клітковиновмісного корму після ранкової годівлі підвищується на 5,1–7,5 % порівняно з контролем. Це підвищення залежить від часу щодо початку годівлі. Доведено, що активність ензимів трансамінування у сироватці крові бугайців при згодовуванні їм клітковиновмісного корму регулюється субстратно.
Вміст протеїну у сироватці крові бугайців після ранкової годівлі під дією клітковиновмісного корму з різною величиною частинок також зростає на 6,4–8,5 % порівняно з контролем. Вміст сечовини і залишкового азоту у сироватці крові бугайців на третій годині після початку годівлі збільшується на 4,2–6,1 %, а протеїну і загального азоту – на 6,3–8,9 % порівняно з контролем.
Показано також, що рівень азотовмісних сполук і активність ензимів переамінування у сироватці крові дослідних бугайців позитивно корелюють з приростами їх маси тіла.
Посилання
1. Алиев А. А. Достижения физиологии пищеварения сельскохозяйственных животных в ХХ веке. Сельскохозяйственная биология. 2007. № 2. С. 12–13.
2. Лабораторні методи досліджень у біології, тваринництві та ветеринарній медицині : довідник / В. В. Влізло та ін. ; за ред. В. В. Влізла. Львів. 2012. 759 с.
3. Спосіб підвищення продуктивності відгодівельної худоби та покращення якості яловичини : пат. 31351 Україна. № 201104241 ; Рівіс Й. Ф., Шелевач А. В. Власник: ІСГКР НAАН України. Заявл. 09.04.2010 ; опубл. 25.02.2011, Бюл. № 8 (кн. 2). 114 с.
4. Шелевач А. В. Динаміка концентрації летких жирних кислот у рубці бугайців за згодовування різних форм клітковиновмісного корму. Біологія тварин. 2011. Вип. 58. С. 31–39.
5. Шелевач А. В. Обмінні процеси в організмі бугайців та їх корекція різними формами клітковиновмісного корму. Вісник біологічного факультету ЛНУ імені І. Франка. 2011. Вип. 47. С. 15–24.
6. Bhat S. K., Wallace R. J., Orskov E. R. Study of the relation between straw quality and its colonization by rumen microorganisms. J. of Agric. Sci. 2014. Vol. 110. Р. 561–565.
7. Brown W. F., Kunkle W. E. Improving the Feeding Value of Hay and Straw by Anhydrous Ammonia Treatment. J. of Anim. Sci. 2013. V. 12. P. 17–25.
8. Chalupa W. Degradation of amino acids by the mixed rumen microbial population. J. Anim. Sci. 2017. Vol. 43. P. 828–834.
9. Chaplin R. Experiments in straw handling. J. Agric. Sci. 2017. Vol. 178. P. 11–30.
10. Demeyer D., Van Nevel C. Influence of substrate and microbial interaction on rumen microbial growth. Reprod. Nutr. Dev. 2009. Vol. 26. P. 161–179.
11. Doig B. Beef Cow Rations and Winter Feeding Guidelines. J. Agric. Sci. 2019. Vol. 15. P. 102–109.
12. Febel H., Fekete S. Factors influencing microbial growth and the efficiency of microbial protein synthesis. Acta Vet. Hung. 2017. Vol. 44 (1). P. 39–56.
13. Firkins J. Maximizing microbial protein synthesis in the rumen. J. Nutr. 2019. Vol. 126 (4). P. 1347–1354.
14. Fondevila M., Dehority B. Interactions between Fibrobacter succinogenes, Prevotella ruminicola, and Ruminococcus flavefaciens in the digestion of cellulose from forages. J. Anim. Sci. 2007. Vol. 74 (3). P. 678–684.
15. Givens D. Nutritional characterisation of forages. Grass Farmer. 2007. Vol. 55. P. 10.
16. Huntington G., Zetina E., Whitt J. Effects of dietary concentrate level on nutrient absorption, liver metabolism, and urea kinetics of beef steers fed isonitrogenous and isoenergetic diets. J. Anim. Sci. 2010. Vol. 74 (4). P. 908–916.
17. Junqin Chen, Paul Weimer J. Competition among three predominant ruminal cellulolytic bacteria in the absence or presence of non-cellulolytic bacteria. Microbiology. 2011. Vol. 147. Р. 21–30.
18. Kijora C., Simon O., Jacobi U. Nitrogen metabolism in the large intestine of ruminants. 3. Microbial utilization of intracecally administered 14C- and 15N-marked urea. Arch. Tierernahr. 2016. Vol. 36 (9). P. 839–850.
19. Lough A., Smith A. Influence of the products of phospholipolysis of phosphatidylcholine on micellar solubilization of fatty acids in the presence of bile salts in ruminal animals. Brit. J. of Nutr. 2016. Vol. 35. P. 89–96.
20. Luchini N., Broderick G., Combs D. In vitro determination of ruminal protein degradation using freeze–stored ruminal microorganisms. J. Anim. Sci. 2014. Vol. 74 (10). P. 2488–2499.
21. Ludden P. A., Wechter T. L., Hess B. W. Effects of oscillating dietary protein on nutrient digestibility, nitrogen metabolism, and gastrointestinal organ mass in sheep. J. Anim. Sci. 2019. Vol. 80. Р. 3021–3026.
22. Michalet-Doreau B., Fernandez I., Fonty G. A. comparison of enzymatic and molecular approaches to characterize the cellulolytic microbial ecosystems of the rumen and the cecum. J. Anim. Sci. 2012. Vol. 80. Р. 790–796.
23. Miron J., Ben-Ghedalia D., Morrison M. Adhesion Mechanisms of Rumen Cellulolytic Bacteria in Bulls. J. Dairy Sci. 2010. Vol. 84. P. 1294–1309.
24. Mosoni P., Fonty G., Gouet P. Competition Between Ruminal Cellulolytic Bacteria for Adhesion to Cellulose. Current Microbiology. 1997. Vol. 35, № 1. Р. 44–47.
25. Nelson K., Nelson B. Why Feed Straw? Dairy Nutrition and Management. 2003. Vol. 3. Р. 14–19.
26. Pitt R., Van Kessel J., Fox D. Prediction of ruminal volatile fatty acids and pH within the net carbohydrate and protein system. J. Anim. Sci. 2015. Vol. 74 (1). P. 226–244.
27. Supplementation of Ammoniated Wheat Straw in Wintering Diets of Gestating Beef Cows / Cunningham F. et al. Kansas State University Journal. 2004. Vol. 17. P. 112–120.
28. Ulbrich M., Hoffmann M., Baumeier A. Urea utilization in growing lambs. 4. N balances with unprocessed rations. Arch. Tierernahr. 2019. Vol. 36 (8). P. 697–707.
29. Volpe J., Vagelos P. Mechanisms and regulation of biosynthesis of saturated fatty acids. Physiol. Rev. 2018. Vol. 56. P. 339–417.
30. Walt J., Briel B. Volatile fatty acid metabolism in sheep. 1. Average daily volatile fatty acid production in the rumen of sheep fed lucerne hay. J. Vet. Res. 2017. Vol. 43 (1). P. 11–21.
31. Wells J., Russell J. Why do many ruminal bacteria die and lyse so quickly. J. Dairy Sci. 2007. Vol. 79 (8). P. 1487–1495.
Завантаження
Опубліковано
Номер
Розділ
Ліцензія
Авторське право (c) 2021 Шелевач А. В., Рівіс Й. Ф. (Автор)
Ця робота ліцензується відповідно до ліцензії Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License.
